胎儿酒精暴露效应的实验方法和操作说明

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疾病模型怎样选用饲料
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胎儿酒精暴露、胚胎酒精综合征、胚胎酒精效应、
酒精性胚胎神经发育异常，等疾病的研究方法
FAE/FAS/FASD/ARND Procedure

胎儿酒精暴露（Fetal Alcohol Exposure, FAE）包括一系列胎儿疾病，最为典型的是胚胎酒精综合征（Fetal Alcohol Syndrome，FAS）、胎儿酒精谱系障碍（Fetal Alcohol Spectrum Disorders，FASDs）、酒精性胚胎神经发育异常（Alcohol-Related Neurodevelopmental Disorder，ARND）。本网页介绍在大鼠和小鼠中的研究方法，至于其他种类的动物基本相似。

一、大鼠、小鼠妊娠3期与人类妊娠3期的关系

大鼠、小鼠的妊娠与人类妊娠3期的对应关系是：

E1-E10：相当于人类妊娠早期（第1期，First trimeste）；

E11-E20：相当于人类妊娠中期（第2期， Second trimester）；

PND2-PND10：相当于人类妊娠后期（第3期，Third trimester）。

因此，如果研究妊娠三个时间（三个阶段）中某个阶段或某几个阶段的酒精暴露的效应（FAE），应当选择对应时期。如果要研究宫内酒精暴露，则只能研究妊娠早期或妊娠中期，无法模拟人类的妊娠后期。

二、动物的准备和动物分组的要求

（1）选用处女鼠。小鼠一般不小于18g，大鼠一般可以选用70～85天龄。

（2）确保动物营养状态正常。为此，应当采用符合动物营养需求的饲料进行预先喂养，让动物在营养平衡的饲料喂养后进行妊娠。

关于动物分组：

除了喂养酒精液体饲料组和对照液体饲料之外，还应当设计一个标准饲料组。因此，如果研究中不可能酒精的剂量效应关系，至少需要这三组同时进行妊娠的实验。

设计这个标准饲料喂养组的作用是：

由于妊娠或哺乳期间，酒精的作用包括对饲料摄入量（饮食摄入量）和酒精的作用两方面。为了消除饲料摄入量的改变所致的效应，就需要将对照液体饲料组采用配对喂养法。由于酒精组摄入量一般是减少的，对照饲料组必然也就要强制减少摄入量，显然，这个对照组营养状况发生了改变，是否发生改变可以通过与标准饲料喂养组进行比较而得以回答。

换句话说，当3组进行比较时，酒精组的效应=酒精的效应+（标准组的效应-酒精对照组的效应）

三、饲料准备

（1）标准饲料：南通特洛菲饲料科技有限公司饲料代码LAD3001G.

（2）酒精液体饲料和对照饲料

可以从南通特洛菲饲料科技有限公司购买以下模型饲料之一，点击超链接可以了解其特点：

饲料代码：TP4035：Lieber-DeCarli酒精液体饲料25%高蛋白型。

饲料代码：TP4040：Weinberg-Keiver酒精液体饲料。

饲料代码：TP4100：Yeh-Cerklewski酒精液体饲料。

饲料代码：TP4230：Sahchis酒精液体饲料。

饲料代码：TP4200：Wiener酒精液体饲料。

饲料代码：TP4045：Kahn酒精液体饲料。

酒精液体饲料中酒精热量（浓度）：

应当根据研究需要和动物承受能力综合决定。如果过高，动物难以承受，过低则可能效应不明显。一般来说，小鼠可以在28%左右，大鼠可以稍高。

四、动物妊娠方法处理

（1）动物妊娠前用标准饲料喂养至少一周，平衡营养。

这一点非常重要，尤其是国内有些单位使用的饲料营养不合理，这种情况要特别注意进行预防性平衡营养。

（2）处女鼠出嫁（交配：mating）：将处女鼠放入独居的雄鼠笼内过夜。

（3）检查精液栓（或精液涂片）：次日早晨检查精液栓。如何发现有精液栓，该天命名为E0（胚胎第0天，embryonic day 0），称重，并将该母鼠标记为所在组别（用作哪一组）。

（4）根据选择酒精暴露时期进行相应的喂养，采取过渡喂养逐渐增加酒精热量。

四、妊娠早期（第1期）胚胎酒精暴露方法

妊娠早期是PND0-PND10（E0-E10)之间，应当根据研究需要选择暴露的时间。E5-E7暴露酒精是文献中最常采取的办法，原因是E7为胚胎发育关键时期，E5开始让胚胎开始暴露酒比较适合，如果过早，将可能导致妊娠终止或死胎。当然，取决于研究需要，如果希望在E0～E5之间开始，酒精热量不宜过高和逐渐过渡特别重要。

过渡方法：以E0开始暴露酒精为例，

E0, 将1/3酒精液体饲料+2/3对照液体饲料混合后投料；

E1, 将1/2酒精液体饲料+1/2对照液体饲料混合后投料；

从E2开始，给予酒精液体饲料。

上述期间对照组给予对照液体饲料，配对喂养。标准组给予标准饲料，自由饮食。

在E10或E11时取胚胎和标本观察，或继续喂养，进行包括妊娠早期在内的两期或三期酒精暴露试验。

四、妊娠中期（第2期）胚胎酒精暴露方法

如果只研究中期妊娠，则采用标准饲料正常喂养到E10，E11开始喂酒精液体饲料：

E11, 将1/3酒精液体饲料+2/3对照液体饲料混合后投料；

E12, 将1/2酒精液体饲料+1/2对照液体饲料混合后投料；

从E3开始，给予酒精液体饲料。

上述期间，对照组给予对照液体饲料，配对喂养。标准组给予标准饲料，自由饮食。

E18开始逐渐减少酒精液体饲料。

E18, 将1/2酒精液体饲料+1/2对照液体饲料混合后投料；

E19, 将1/3酒精液体饲料+2/3对照液体饲料混合后投料；

E20开始，给予对照液体饲料；

从E19开始每天注意关注分娩（正常一般在E21分娩），一旦分娩，该天命名为PND0（postnatal day 0，出生当天），给予称重，记录出生数（雌性和雄性各多少）、存活数数和死亡数。

如果观察脑的发育，可以在E13,E15,E18取出胎鼠观察。

四、妊娠后期（第3期）胚胎酒精暴露方法

如果只研究妊娠后期，则采用标准饲料喂养到正常分娩（PND0），对幼鼠进行筛选和剔除。筛选的目的包括：

（1）体重、性别匹配；

（2）减少不同窝的幼鼠之间的生理机能的差异。为此，一般从不同窝中选择相同数量的幼鼠。

从PND2开始对母鼠进行酒精液体饲料喂养，至PND10。

E2, 将1/2酒精液体饲料+1/2对照液体饲料混合后投料；

E3, 将1/3酒精液体饲料+2/3对照液体饲料混合后投料；

E4开始，给予对照液体饲料；

注意事项：

（1）在PND0～PND6之间尽可能不要对幼鼠进行操作或减少操作，因为一旦取出放回后，母鼠会伤害幼鼠，影响幼鼠存活率。

（2）由于母鼠可能因为发生营养不良而“食仔”，应当密切观察。为避免这种现象，可以从PND6开始在白天尤其是下午将母鼠和仔鼠分离。

（3）跟踪幼鼠情况：体重改变情况，死亡情况，等等。

四、注意事项

在上面每一期每一天观察：

（1）母鼠情况：体重改变情况，食物摄入量。

（2）上午7～8时尾静脉取血分析血液酒精浓度。

其他注意事项，请继续阅读：妊娠期和哺乳期酒精效应的研究设计注意事项。

References：

Kleiber ML, Mantha K, Stringer RL, Singh SM. Neurodevelopmental alcohol exposure elicits long-term changes to gene expression that alter distinct molecular pathways dependent on timing of exposure. J Neurodev Disord. 2013 Mar 13;5(1):6.

Grinfeld H. What effects can be expected of prenatal ethanol exposure in pregnant mice and their offspring. Einstein. 2004; 2(3):187-92.

Middaugh LD, Boggan WO. Perinatal maternal ethanol effects on pregnant mice and on offspring viability and growth: influences of exposure time and weaning diet. Alcohol Clin Exp Res. 1995 Oct;19(5):1351-8.

Middaugh LD, Randall CL, Favara JP. Prenatal ethanol exposure in C57 mice: effects on pregnancy and offspring development. Neurotoxicol Teratol. 1988 Mar-Apr;10(2):175-80.

Sari Y, Segu ZM, YoussefAgha A, Karty JA, Isailovic D. Neuroprotective peptide ADNF-9 in fetal brain of C57BL/6 mice exposed prenatally to alcohol. J Biomed Sci. 2011 Oct 21;18:77.

Sari Y, Hammad LA, Saleh MM, Rebec GV, Mechref Y. Alteration of selective neurotransmitters in fetal brains of prenatally alcohol-treated C57BL/6 mice: quantitative analysis using liquid chromatography/tandem mass spectrometry. Int J Dev Neurosci. 2010 May;28(3):263-9.

Zhou FC, Sari Y, Powrozek T, Goodlett CR, Li TK. Moderate alcohol exposure compromises neural tube midline development in prenatal brain. Brain Res Dev Brain Res. 2003 Aug 12;144(1):43-55.

Wang G, Bieberich E. Prenatal alcohol exposure triggers ceramide-induced apoptosis in neural crest-derived tissues concurrent with defective cranial development. Cell Death Dis. 2010 May 27;1:e46.

Sari Y, Gozes I. Brain deficits associated with fetal alcohol exposure may be protected, in part, by peptides derived from activity-dependent neurotrophic factor and activity-dependent neuroprotective protein. Brain Res Rev. 2006 Aug 30;52(1):107-18. Epub 2006 Feb 20.

Fukui Y, Sakata-Haga H. Intrauterine environment-genome interaction and children's development (1): Ethanol: a teratogen in developing brain. J Toxicol Sci. 2009;34 Suppl 2:SP273-8.

Pinazo-Duran MD, Renau-Piqueras J, Guerri C. Developmental changes in the optic nerve related to ethanol consumption in pregnant rats: analysis of the ethanol-exposed optic nerve. Teratology. 1993 Oct;48(4):305-22.

Qiang M, Wang MW, Elberger AJ. Second trimester prenatal alcohol exposure alters development of rat corpus callosum. Neurotoxicol Teratol. 2002 Nov-Dec;24(6):719-32.

Livy DJ, Miller EK, Maier SE, West JR. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability: effects of binge-like alcohol exposure on the developing rat hippocampus. Neurotoxicol Teratol. 2003 Jul-Aug;25(4):447-58.

Lugo JN Jr, Marino MD, Cronise K, Kelly SJ. Effects of alcohol exposure during development on social behavior in rats. Physiol Behav. 2003 Feb;78(2):185-94.

Tran TD, Kelly SJ. Critical periods for ethanol-induced cell loss in the hippocampal formation. Neurotoxicol Teratol. 2003 Sep-Oct;25(5):519-28.

Maier SE, West,JL. Patterns and Alcohol-Related Birth Defects(点击后进入NIAAA网页阅读)

胎儿酒精暴露、胚胎酒精综合征、胚胎酒精效应、酒精性胚胎神经发育异常，等疾病的研究方法 FAE/FAS/FASD/ARND Procedure